Inseminação do bocachico (Prochilodus magdalenae) usando sêmen fresco o criopreservado: efeito da razão espermatozoide/oócito
DOI:
https://doi.org/10.17533/udea.rccp.324941Palavras-chave:
criobiología, fertilização, Prochilontidae, reprodução artificialResumo
Antecedentes: a criopreservação é uma ferramenta biotecnológica importante na conservação da biodiversidade, particularmente de espécies ameaçadas. Objetivos: foram avaliadas seis proporções de espermatozoides/ovócito na fertilização usando sêmen fresco e crioconservado em fertilização de bocachico (Prochilodus magdalenae), Métodos: o sêmen fresco foi coletado e determinada sua qualidade para verificar a viabilidade de crioconservação. O sêmen foi colocado em palhetas de 5 ml e misturado com a solução crioconservante (5,5% glicose, 12% gema de ovo e 10% dimetilsulfóxido -DMSO-) em numa diluição 1:4 (sêmen:solução). O sêmen foi congelado em botijão de vapores de nitrogênio por 30 min e rapidamente transferido a botijão de armazenagem submergindo-os diretamente em nitrogênio líquido (LN; -196 °C). As palhetas foram descongeladas a 60 ºC por 45 segundos. A motilidade, velocidade e progressividade dos espermatozoides, tanto de sêmen fresco quanto de congelado, foram avaliadas usando o software Sperm Class Analyzer (SCA®). Para avaliar fertilidade (F), eclosão (H) e sobrevivência larval (LS), cada relação de espermatozóide/oócito foi avaliada em 2 g de oócitos (1.630 ± 87 ovos/g). Resultados: o melhor desempenho reprodutivo com sêmen fresco foi obtido inseminando com proporção 160.000 espermatozoides/oócito (F = 75,0%, H = 67,7%, LS = 32,7%). O melhor desempenho reprodutivo com sêmen crioconservado foi verificado na proporção de 320.000 espermatozoides/oócito (F = 70,0%, H = 48,6%, LS = 19,5%). Conclusão: é possível alcançar um adequado desempenho reprodutivo em bocachico usando sêmen crioconservado (10% DMSO, 5,5% glicose e 12% gema de ovo) quando a proporção espermatozoide/oócito usada é o dobro da utilizada para sêmen fresco.
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Referências
Atencio García VJ, Pérez EJ, Espinosa JA, Pardo SC. Evaluación de dimetilacetamida como crioprotector para la crioconservación de semen de bocachico Prochilodus magdalenae. Arch Med Vet 2013; 45(2):151-158.Chereguini O, De la Banda IG, Rasines I, Fernández A. Artificial fertilization in turbot, (Scopothalmus maximus L.): different methods and determination of the optimal sperm-egg ratio. Aquac Res 1999; 30:319-324.Cruz Casallas P, Medina Robles V, Velasco Santamaría Y. Protocolo para la crioconservación de semen de yamú (Brycon amazonicus Spix & Agassiz 1829). Rev Colomb Cienc Pecu 2006; 19(2):146-151.De Souza BES, Sanches EA, Baggio DM. Interação entre a relação de espermatozoide/ovócito e o volume de água empregados na fertilização artificial de ovócitos de curimbatá Prochilodus lineatus. In: Proceeding 1° Congresso Brasileiro de Produção de Peixes Nativos de Água Doce, Dourados 2007, Embrapa [CD-ROM].Lahnsteiner F, Weismann T, Patzner R. Fine structure changes in spermatozoa of the grayling, Thymallus thymallus (Pisces: Teleostei), during routine cryopreservation. Aquaculture 1992; 103: 73-84.Lahnsteiner F, Berger B, Horvath A, Urbányi B, Weismann T. Cryopresevation of spermatozoa in cyprindid fishes. Theriogenology 2000; 54: 1477-1496.Lahnsteiner F, Berger B, Horváth A, Urbányi B. Studies on the semen biology and sperm cryopreservation in the sterlet, (Acipenser ruthenus L.) Aquac Res 2004; 35:519-528.Maria AN, Viveiros ATM, Orfão LH, Oliveira AV, Morães GF. Effects of cooling and freezing on sperm motility of the endangered fish piracanjuba Brycon orbignyanus (Characiformes, Characidae). Anim Reprod 2006; 3:55-60.Martínez JG, Atencio García VJ, Tarazona AM, Pardo Carrasco SC. Estandarización de protocolos para la crioconservación de semen de bocachico y el análisis de la movilidad mediante el software sperm class analyzer. Rev Fac Nal Agr Medellín 2009; 62 suppl 3-19.Martínez JG, Pardo Carrasco SC. Crioconservación de semen en peces: efectos sobre la movilidad espermática y la fertilidad. Acta Biol Colomb 2010; 15(2):3-24.Martínez JG, Atencio Garcia VJ, Pardo Carrasco SC. Efectos de la concentración de glucosa sobre la activación de la movilidad espermática en bocachico Prochilodus magdalenae (Pisces, Characiformes). Rev Mvz Cordoba 2011; 16:2554-2563.Martínez JG, Tarazona Morales AM, Pardo Carrasco SC. Sperm cryopreservation of freshwater fish bocachico Prochilodus magdalenae in DMSO and glucose and its effects on fertilization and hatching efficiency. Anim Reprod 2012a; 9(1):19-26.Martínez JG, Atencio García VJ, Pardo Carrasco SC. DNA fragmentation and membrane damage of bocachico Prochilodus magdalenae (Ostariophysi, Prochilodontidae) sperm following cryopreservation with dimethylsulfoxide and glucose. Neotrop Ichthyol2012b; 10(3):577-586.Martínez JG, Pardo Carrasco SC. Effect of freezing and thawing rates on sperm motility in Bocachico Prochilodus magdalenae (Pisces, Characiformes). Rev Mvz Cordoba 2013; 18(1):3295-3303.Morris GJ, Acton E, Murray JB, Fonseca F. Freezing injury: The special case of the sperm cell. Cryobiology 2012; 64:71-80.Morisawa M. Cell signaling mechanism for sperm motility. Zoo Sci 1994; 11: 647-662p.Ogier de Baulny B, Le Vern Y, Kerboeuf D, Maisse G. Flow cytometric evaluation of mitochondrial activity and membrane integrity in fresh and Cryopreserved Rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) spermatozoa. Cryobiology 1997; 34:141-149.Ramírez MJA, Velasco Santamaría YM, Medina Robles VM, Cruz Casallas PE. Crioconservación de semen de Cachama blanca (Piaractus brachypomus Cuvier, 1818): efectos del volumen de empaque y de la sustancia crioprotectora sobre la calidad seminal. Rev Colomb Cienc Pec 2005; 18:331.Romagosa E, Souza BE, Sanches EA, Baggio M, Bombardelli RA. Sperm motility of Prochilodus lineatus in relation to dilution rate and temperature of the activating medium. JAppl Ichthyol 2010; 26:678-681.Rurangwa E, Roclants I, Huyskens G, Ebrahimi M, Kime DM, Ollevier F. The minimum effective spermatozoa:egg ratio for artificial insemination and the effects of mercury on sperm motility and fertilization ability in (Clarias gariepinus). J Fish Biol 1998; 53:402-413.SAS Institute Inc. 2004. SAS/STAT® 9.1 User’s Guide. Cary, NC, USA: SAS Institute Inc.Sanches EA, Bombardelli RA, Baggio DM, Souza BE. Dose inseminante para fertilização artificial de ovócitos de dourado. R Bras Zootec 2009; 38:2091-2098.
Rev Colomb Cienc Pecu 2015; 28:347-355Atencio VJ et al. Fresh and cryopreserved semen in bocachico fishShimoda E, Andrade DR, Vidal Júnior MV, Godinho HP, Yasui GY. Determinação da razão ótima de espermatozóides por ovócitos de piabanha Brycon insignis (Pisces-Characidae). Arq Bras Med Vet Zootec2007; 59:877-882.Velasco Santamaría YM, Medina Robles VM, Cruz Casallas PE. Cryopreservation of yamú (Brycon amazonicus) sperm for large scale fertilization. Aquaculture 2006; 256(1-4):264-271.Viveiros ATM, Orfão LH, Maria AN, Allaman IB. A simple, inexpensive and successful freezing method for curimba Prochilodus lineatus (Characiformes) semen. Anim Reprod Sci 2009; 112:293-300.Wamecke D, Pluta H. Motility and fertilizing capacity of frezen/thawed common carp (Cyprinus carpio L.) sperm using dimetil-acetamida as the mam cryoprotectant. Aquaculture 2003; 187: 361-375.Watson PF, Holt WV. Cryobanking the genetic resource: Wildlife conservation for the future. London, UK: Taylor & Francis; 2001.Wildt DE, Wemmer C. Sex and wildlife: the role of reproductive science in conservation. Biodivers Conserv 1999; 8:965-976. DOI: https://doi.org/10.1023/A:1008813532763
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