Masculinização do Jundiá (Rhamdia quelen) através da administração dietética de 17α-metiltestosterona
DOI:
https://doi.org/10.17533/udea.rccp.v31n4a07Palavras-chave:
histologia, gônadas de peixe, cultivo monossexo, neomachos, reversão sexualResumo
Antecedentes: O cultivo monossexo feminino é desejável na aquicultura comercial de determinadas espécies devido à maior taxa de crescimento. Idealmente, as fêmeas devem ser livres de hormônios exógenos. O passo inicial para gerar descendências femininas livres destes hormônios e a masculinização de fêmeas normais para produzir animais revertidos sexualmente, os chamados neomachos. Os neomachos podem então ser cruzados com fêmeas normais para a produção de descendências femininas. Objetivo: Masculinizar larvas de R. quelen utilizando o hormônio 17α-metiltestosterona (MT) incorporado no alimento. Métodos: Larvas de R. quelen foram alimentadas com dietas suplementadas com MT nas doses de 60, 80 ou 100 mg/kg de alimento durante 21 dias. Um grupo controle foi alimentado com dieta similar livre de MT. Aos 150 dias pós-eclosão, 30 peixes de cada grupo de tratamento foram eutanasiados para avaliação gonadal através de técnicas histológicas. Resultados: O uso de MT afetou significativamente a diferenciação das gônadas femininas nas doses 60 e 80 mg/kg de alimento. A reversão sexual foi observada em todos os grupos tratados com MT, gerando 50, 40 e 20% de neomachos nas doses 60, 80 e 100 mg MT/kg de alimento, respectivamente. Gônadas intersexuais foram observadas somente nos tratamentos masculinizantes. Nas maiores doses de MT, efeitos inibitórios de desenvolvimento gonadal foram observados em fêmeas e machos. Conclusão: A administração dietética de MT efetivamente masculinizou larvas de R. quelen. No entanto, a dose mais baixa de 60 mg/kg de alimento é recomendada devido aos efeitos inibitórios das doses mais elevadas de MT no desenvolvimento gonadal de ambos os sexos.
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Referências
Amaral Junior H, Nunes MFS, Garcia S. Análise de diferentes dosagens de hormônio na ração, para definição de um protocolo de feminilização do jundiá Rhamdia quelen. Rev Electrón Vet 2008; 25:1-7.
Ankley GT, Jensen KM, Kahl MD, Korte JJ, Makynen EA. Description and evaluation of a short-term reproduction test with the fathead minnow (Pimephales promelas). Environ ToxicolChem 2001; 20:1276-1290.
Baldisserotto B, Radünz Neto J, Barcellos LG. Jundiá (Rhamdiasp.). In: Baldisseroto B, Gomes LC, editors. Espécies nativas para piscicultura no Brasil. Santa Maria: UFSM; 2010. p.301-333.
Baroiller JF, Guiguen Y, Fostier A. Endocrine and environmental aspects of sex differentiation in fish. Cell Mol Life 1999; 55:910-931.
Brown-Peterson NJ, Wyanski DM, Saborido-Rey F, Macewicz BJ, Lowerre-Barbieri SK. A standardized terminology for describing reproductive development in fishes. Mar Coast Fish Dynam Manag Ecosys Sci 2011; 3:52-70.
Davis KB, Simco BA, Goudie CA, Parker NC, Cauldwell W, Snellgrove R. Hormonal sex manipulation and evidence for female homogamety in channel catfish. Gen Comp Endocrinol 1990; 78:218-223.
Desprez D, Géraz E, Hoareau MC, Mélard C, Bosc P, Baroiller JF. Production of a high percentage of male offspring with a natural androgen, 11h-hydroxyandrostenedione (11hOHA4), in Florida red tilapia. Aquaculture 2003; 216:55-65.
Donaldson EM, Devlin RH. Uses of biotechnology to enhance production. In: Pennell W, Barton BA, editors. Developments in Aquaculture and Fisheries Science: Principles of Salmonid Culture. Amsterdam: Elsevier; 1996. p. 969-1020.
Dunhan RA. Aquaculture and Fisheries Biotechnology: Genetic Approaches. Wallingford: CABI; 2004.El-sayed AFM. Tilapia culture. Cambridge: CABI Publishing; 2006.
Feist G, Yeoh C, Fitzpatrick MS, Schreck CB. The production of functional sex-reversed male rainbow trout with 17α-methyltestosterone and 11 β-hydroxyandrostenedione. Aquaculture 1995; 13:145-152.
Fracalossi DM, Meyer G, Santamaria FM, Weingartner M, Zaniboni-Filho E. Desempenho do jundiá, Rhamdia quelen, e do dourado, Salminus brasiliensis, em viveiros de terra na região sul do Brasil. Acta Sci Anim Sci 2004; 26:345-352.
Garcia S, Amaral Júnior H, Yasuy GS, Liebl F, Souto LIM, Zaniboni-Filho E. Tetraploidia em Rhamdia quelen (Quoy e Gaimard, 1824) por choque térmico duplo (quente e frio). B Inst Pesca 2017; 43:257-265.
Ghiraldelli L, Machado C, Fracalossi DM, Zaniboni-Filho E. Desenvolvimento gonadal do jundiá, Rhamdia quelen (Teleostei,Siluriformes), em viveiros de terra, na região Sul do Brasil. Acta Sci Biol Sci 2007; 29:349-356.
Grier H, Lo Nostro F. The germinal epithelium in fish gonads: the unifying concept. In: Norberg B, Kjesbu OS, Taranger GL, Andersson E, Stefansson SO, editors. Proceedings of the sixth international symposium on the reproductive physiology of fish. The University of Bergen (Bergen, Norway); 2000. p. 233-236.
Haffray P, Petit V, Guiguen Y, Quillet E, Rault P, Fostier A. Successful production of monosex female brook trout Salvelinus fontinalis using gynogenetic sex reversed males by a combination of methyltestosterone immersion and oral treatments. Aquaculture 2009; 290:47-52.
Hunter GA, Donaldson EM, Stoss J, Baker I. Production of monosex female groups of chinook salmon, Oncorhynchus tshawytscha, by the fertilization of normal ova with sperm from sex reversed females. Aquaculture 1983; 33:335-364.
Kang IJ, Yokota H, Oshima Y, Tsuruda Y, Shimasaki Y, Honjo T. The effects of methyltestosterone on the sexual development and reproduction of adult medaka (Oryzias latipes). Aquat Toxicol 2008; 87:37-46.
Martínez P, Viñas AM, Sánchez L, Díaz N, Ribas L, Piferrer F. Genetic architecture of sex determination in fish: applications to sex ratio control in aquaculture. Front Genet 2014;5:340.
Mazzoni TS, Grier HJ, Quagio-Grassiotto I. Germline cysts and the formation of the germinal epithelium during the female gonadal morphogenesis in Cyprinus carpio (Teleostei:Ostariophysi: Cypriniformes). Anat Rec 2010; 293:1581-1606.
Poli MA, Schveitzer R, Nuñer APO. The use of biofloc technology in a South American catfish (Rhamdia quelen) hatchery: Effect of suspended solids in the performance of larvae. Aquacult Eng 2015; 66:17-21.
Pandian TJ, Sheela SG. Hormonal induction of sex reversal in fish. Aquaculture 1995; 138: 1-22.
Pandian TJ. Sex Reversal. In: Pandian TJ, editor. Endocrine sex differentiation in fish. Florida: CRC Press; 2013. p. 175-212.
Park IS, Kim JH, Cho SH, Kim DS. Sex differentiation and hormonal sex reversal in the bagrid catfish Pseudobagrus fulvidraco (Richardson). Aquaculture 2004; 232:183-193.
Piferrer F. Endocrine sex control strategies for the feminilization of teleost fish. Aquaculture 2001; 197:229-281.
Quagio-Grassiotto I, Wildner DD, Ishiba R. Gametogênese de peixes: aspectos relevantes para o manejo reprodutivo. Rev Bras Reprod Anim 2013; 37:181-191.
Quintero-Hunter I, Grier H, Muscato M. Enhancement of histological detail using metanil yellow as a counterstain in periodic acid/Schiff’s hematoxylin staining of glycol methacrylatetissue sections. Biotech Histochem 1991; 66:169-172.
Rivero-Wendt CLG, Miranda-Vilela AL, Ferreira MFN, Borges AM, Grisolia CK. Cytogenetic toxicity and gonadal effects of 17 α-methyltestosterone in Astyanax bimaculatus(Characidae) and Oreochromis niloticus (Cichlidae). Genet Mol Res 2013; 12:3862-3870.
Schutz JR, Harrell RM. Use of sex reversal in striped bass to create an all-male population. N Am J Aquac 1999; 61:97-106.
Shelton WL, Rodrigues-Guerrero D, Lopes-Macias J. Factors affecting androgen sex reversal of Tilapia aurea. Aquaculture 1981; 25:59-65.
Silveira FS, Silva FM, Casaca JM. Desempenho catarinense na piscicultura de água doce 2014. Florianópolis: EPAGRI/CEDAP;2014.
Silveira J, Silva CP, Cargnin-Ferreira E, Alexandre D, Elias MA, Fracalossi DM. Freshwater catfish jundiá (Rhamdia quelen) larvae are prepared to digest inert feed at the exogenous feeding onset: physiological and histological assessments. Fish Physiol Biochem2013; 39:1581-1590.
Sulis-Costa R, Jimenez JE, Weingartner M, Nuñer APO. Efeito da temperatura da água na fase inicial de vida e na proporção sexual do jundiá. Bol Inst Pesca 2013; 39:379-388.
Woynarovich E, Horváth L. The artificial propagation of warm-water finfishes: a manual for extension. FAO Fisheries Technical Paper, n.201; 1980.
Zanardi MF, Koberstein TCRD, Urbinati EC, Fagundes M, Santos MA, Mataqueiro MI. Concentrações de hormônio na carcaça de tilápias-do-nilo e maturação precoce após reversão sexual. R Bras Zootec 2011; 40:7-11.
Zar JH. Biostatistical analysis. New Jersey: Prentice Hall; 2010.
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